*112466*

Биологические науки/8. Физиология человека и животных.

К.б.н. Соколянская М. П.

Институт биохимии и генетики УНЦ РАН, Россия

ФИЗИОЛОГИЧЕСКАЯ РЕЗИСТЕНТНОСТЬ НАСЕКОМЫХ

Физиологическая резистентность насекомых часто обусловлена уменьшением проницаемости кутикулы для инсектицидов. Уменьшенная абсорбция органических соединений контролируется геном tin, придающим резистентность к фосфорорганическим соединениям и действующим как усилитель резистентности для других инсектицидов. Сходное явление имеет место с геном pen, который сам придает небольшую устойчивость, но, когда присутствует с фактором для деалкилирования ФОС, значительно усиливает резистентность [1].

Особенно важна в механизме резистентности защитная роль эпикутикулы. На примере комнатной мухи было показано [2], что у особей, высокорезистентных к кумафосу, в эпикутикулярных липидах выше содержание насыщенных и ниже – ненасыщенных жирных кислот, особенно пальмитиновой. Более высокое содержание в эпикутикуле резистентных насекомых жирных кислот оказывает влияние на проницаемость их покровов.

Меньшая проницаемость кутикулы была найдена у линии табачной совки, резистентной к фосфорорганическим инсектицидам [3]. Отобранные в поле резистентные особи хлопковой совки содержали большее количество липидов, чем особи чувствительной линии, примерно на 60%. Покровы устойчивых особей снижали проницаемость, а, значит, активность хлорпирифоса, фосфолана, мефосфолана, дельтаметрина, циперметрина и фенвалерата в 5,7; 4,7; 1,8; 2,1; 1,7; 3 раза соответственно по сравнению с чувствительными особями [4]. Уровень проникновения меченого лямбда-цигалотрина через кутикулу гусениц резистентной к этому пиретроиду линии помидорной совки составлял 55% от уровня проникновения через кутикулу гусениц чувствительной линии [5]. По сообщению Т.А.Перегуды [6], через покровы устойчивых к хлорофосу комнатных мух менее полярные органические вещества проходят с меньшей скоростью, чем полярные. При удалении поверхностных слоев эпикутикулы хлороформом кутикула у устойчивых мух стала менее проницаемой, чем у чувствительных. Более того, установлено, что уменьшенная проницаемость может вызвать резистентность почти ко всем липофильным инсектицидам [7].

Часто механизм уменьшенной проницаемости действует в совокупности с другими механизмами резистентности. Например, у табачной совки, резистентной к фосфорорганическим инсектицидам, в механизм резистентности включаются также изменение экскреции и ускорение метаболизма жиров [3]. У гусениц Heliothis virescens циперметрин значительно быстрее абсорбируется покровами чувствительной линии, чем резистентной к пиретроидам. Время проникновения 50% циперметрина составило 11 и 30 час для чувствительной и резистентной линий соответственно. Выведение из организма продуктов метаболизма инсектицида у резистентной линии было в 20 раз быстрее [8].

Наряду с уменьшенной проницаемостью кутикулы значительную роль играет нечувствительность нервной системы (kdr-фактор).“Knockdown resistance“ (kdr) обусловлена рецессивным геном, расположенным на III хромосоме и впервые была обнаружена у комнатных мух в 1951 г. Kdr oпределяет устойчивость к ДДТ, его аналогам, пиретринам и пиретроидам [9].

У гомозиготной по гену kdr генетически чистой линии комнатной мухи устойчивость к ДДТ и пиретроидам определялась только уменьшением чувствительности нервной системы [10] и не была связана с другими механизмами резистентности. У устойчивой к ДДТ и пиретроидам линии мухи, селектированной биоресметрином (ПР=90), перметрин, тетраметрин, фенвалерат и ДДТ не вызывали нокдаун в течение 60 мин., а у чувствительных насекомых нокдаун наступал через 10-23 мин [11]. У чувствительной и двух устойчивых к ДДТ линий мух, у которых значения среднесмертельных концентраций (СК₅₀) относятся как 1:17:217, концентрации ДДТ, вызывающие повторные разряды в нервной системе у 50% насекомых, относятся как 1:6,3:7,7 [12]. Как показали V. Salgado et al. [13], чтобы вызвать деполяризацию нервных окончаний у устойчивых мух и двух видов комаров, необходимы более высокие концентрации пиретроидов по сравнению с чувствительными насекомыми.

Резистентность, обусловленная kdr-фактором, встречается и у других членистоногих. У тараканов Blattella germanica , резистентных к ДДТ и не имевших контакта с пиретроидами, обнаружена перекрестная устойчивость к перметрину (ПР=2-7). Электрофизиологическими методами доказано, что она обусловлена нечувствительностью нервной системы [14]. В Индии у устойчивых к пиретроидам популяций совки Helicoverpa armigera резистентность тоже обусловлена снижением чувствительности нервной системы [15], а у той же совки в Китае – также и увеличением активности оксигеназ [16].

Так как основной мишенью действия ДДТ и пиретроидов являются натриевые каналы мембран нервных волокон, то, очевидно, что нечувствительность нервной системы к этим препаратам связана с изменениями этой системы. Высказывалось мнение, что kdr-фактор вызывает изменения в липидной фракции мембраны, которые приводят к уменьшению растворимости или связывания липофильных ядов [17]. Исследования двух последних десятилетий показали, что резистентность kdr- и super-kdr-типа вызвана точечными мутациями в гене Vssc 1 натриевого канала [18]. Нормальный процесс передачи нервных импульсов нарушается при связывании белка натриевого канала мембран нервных клеток с инсектицидом. Мутации приводят к модификациям белка, которые препятствуют его связыванию с инсектицидом [19]. Для сохранения эффективности используемых инсектицидов и успешного использования новых необходимо разрабатывать стратегию по преодолению резистентности на основе изучения механизмов ее формирования.

Литература

1. Sawicki R.M. Interaction between the factor delaying penetration of insecticides and the desethylation mechanism of resistance in organophosphorus-resistant houseflies // Pestic. Sci. 1970. V 1. № 3. P. 84-87.

2. Перегуда Т.А., Рославцева С.A., Агашкова Т.М. О составе эпикутикулы комнатных мух, устойчивых к кумафосу и карбофосу // Химия в с.х. 1979. № 10. C. 24-25.

3. Written C.J., Bull D.L. Metabolism and absorption of methyl parathion by tobacco budworms resistant or susceptible to organophosphorus insecticides // Pestic. Biochem. Physiol. 1978. V. 9. № 2. P. 196-202.

4. Abbassy M.A., Ashry M., Zein A.A., El-Nawawy A.S., Named A. Insecticide resistance and penetration in lipid content of the cotton leafworm Spodoptera littoralis (Boisd) // Meded. Fac. Landbouwwetensch. Rijkuniv. Cent. 1982. V. 4. № 2. P. 687-694.

5. Liu Y.-J., Shen J.-L. Проникновение сквозь кутикулу как механизм резистентности Spodoptera exigua к лямбда-цигалотрину // Kunchong xuebao=Acta entomol. sin. 2003.V. 46. № 3. P. 288-291.

6. Перегуда Т.А. Проницаемость покровов устойчивых и чувствительных к хлорофосу комнатных мух для различных органических веществ // Научн. докум. высш. школы. Биол. 1977. № 1. P. 55-59.

7. Plapp E.W., Hager Jr. and R.F. Insecticide resistance in the house fly: Decreased rate of absorption as the mechanism of action of a gene that acts as an intensifier of resistance // J. Econ. Entomol. 1968. V. 61. P. 1298-1303.

8. Little E.I., McCaffery A.R., Walker C.H., Parcer T. Evidence for an enhanced metabolism of cypermethrin by a monooxygenase in a pyrethroid-resistant strain of the tobacco budworm (Heliothis virescens F.) // Pestic. Biochem. Physiol. 1989. V. 34. №1. P. 58-68.

9. Davies T., O'Reilly A., Field L., Wallace B., Williamson M. Knockdown resistance to DDT and pyrethroids from target-site mutations to molecular modeling // Pest Manag. Sci. 2008. V. 64. №11. Р. 1126-1130.

10. Osborne M.P., Smallcombe A. Site of action of pirethroid insecticides in neuronal membranes as revealed by the kdr resistance fartor // Pestic. Chem. Hum. Welfare and Environ.-Oxford. 1983. P. 103-107.

11. De Vries D., Georghiou G.P. Decreased nerve sensitivity and decreaced cuticular penetration as mechanism resistance to pyrethroids in a (IR) trans-permethrin selected strains of house fly // Pestic. Biochem. Physiol. 1981. V. 5. № 3. P.234-241.

12. Narahashi T. Resistance to insecticides due to reduced sensitivity of the nervous system // Pest resistance to Pesticide. N.-Y., L. 1983. P. 333-352.

13. Salgado V.L., Irving S.N., Miller T.A. Depolarization of motor nerve terminals by pyrethroids in susceptible and kdr-resistant house flies // Pestic. Biochem. Physiol. 1983. V. 20. № 1. P. 100-114.

14. Scott J.G., Matsumura F. Characteristics of a DDT-induced case of cross- resistance to permetrin in Blatella germanica // Pestic. Biochem. Physiol. 1981. V. 16. P. 21-27.

15. Raj K.K., Deepak J., Ravindra W., Sandhya K., Derek R. Pyrethroid resistance and mechanisms of resistance in field strains of Helicoverpa armigera (Lepidoptera: Noctuidae) // J. Econ. Entomol. 2001. V. 94. № 1. P. 253-263.

16. Yang E., Yang Y., Wu S., Wu Y. Relative contribution of detoxifying enzymes to pyrethroid resistance in a resistant strain of Helicoverpa armigera // J. Appl. Entomol. 2005. V. 129. № 9-10. P. 521-525.

17. Osborne M.P., Smallcombe A. Site of action of pirethroid insecticides in neuronal membranes as revealed by the kdr resistance fartor // Pestic. Chem. Hum. Welfare and Environ. Oxford. 1983. P. 103-107.

18. Soderlund D. Pyrethroids, knockdown resistance and sodium channels // Pest Manag. Sci. 2008. V. 64. № 6. P. 610-616.

19. Davies. T., Field L., Usherwood P., Williamson M. DDT, pyrethrins, pyrethroids and insect sodium channels // IUBMB Life. 2007. V. 59. № 3. P. 151-162.